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Apr 26, 2023

Drivers espacialmente restritos e populações de células transicionais cooperam com o microambiente em tratamentos não tratados e quimioterápicos.

Nature Genetics volume 54, páginas 1390–1405 (2022) Citar este artigo

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O adenocarcinoma ductal pancreático é uma doença letal com opções limitadas de tratamento e baixa sobrevida. Estudamos 83 amostras espaciais de 31 pacientes (11 virgens de tratamento e 20 tratados) usando sequenciamento de RNA de célula única/núcleo, proteogenômica em massa, transcriptômica espacial e imagem celular. Subpopulações de células tumorais exibiram assinaturas de proliferação, sinalização KRAS, estresse celular e transição epitelial para mesenquimal. O mapeamento de mutações e eventos de número de cópias distinguiu populações tumorais de células normais e de transição, incluindo metaplasia acinar-ductal e neoplasia intraepitelial pancreática. A deconvolução assistida por patologia de dados transcriptômicos espaciais identificou tumores e subpopulações transicionais com características histológicas distintas. Mostramos a expressão coordenada de TIGIT em células T exauridas e regulatórias e de nectina em células tumorais. As amostras quimiorresistentes contêm um enriquecimento triplo de fibroblastos inflamatórios associados ao câncer que regulam positivamente as metalotioneínas. Nosso estudo revela uma compreensão mais profunda da intrincada subestrutura dos tumores de adenocarcinoma ductal pancreático que pode ajudar a melhorar a terapia para pacientes com esta doença.

O adenocarcinoma ductal pancreático (PDAC) tem uma taxa de sobrevida de 5 anos de 11%1 devido à detecção tardia, metástases precoces e resistência à terapia2,3,4,5,6. O tratamento de primeira linha é a cirurgia seguida de radioterapia e/ou quimioterapia7,8, sendo limitadas as opções de imunoterapia9,10. Drivers como KRAS, TP53, CDKN2A e SMAD4 (HUGO Gene Nomenclature Committee no European Bioinformatics Institute, https://www.genenames.org/) foram identificados11 como tendo subtipos transcricionais de clássico e basal-like12,13.

As tecnologias de célula única permitem a análise independentemente do conteúdo do tumor e facilitam a dissecação do microambiente tumoral (TME), cujo papel no PDAC permanece amplamente desconhecido. Por exemplo, os subtipos de fibroblastos associados ao câncer (CAF) foram identificados e as células citotóxicas natural killer (NK) e CD8+ T são frequentemente prejudicadas numericamente e funcionalmente14,15,16,17. Isso cria um ambiente pró-tumorigênico imunossuprimido, mas como isso ocorre é pouco compreendido18,19. Há uma valorização crescente em torno da metaplasia acinar-ductal (ADM), na qual as células acinares começam a expressar marcadores ductais. Modelos animais postulam células acinares como a origem de PDAC quando KRAS (G12D) é expresso20,21,22,23, mas essa hipótese é difícil de avaliar em humanos devido à escassez de células acinares e ADM amostradas em resolução de célula única24,25 ,26,27,28. Esforços recentes focaram na heterogeneidade acinar na pancreatite crônica29 e no pâncreas humano saudável30, mas ainda falta uma amostragem adequada de células ADM.

Como parte do consórcio Human Tumor Atlas Network, usamos uma abordagem de multi-amostragem espacialmente distinta para analisar 83 amostras de PDAC em 31 pacientes31. As amostras são fisicamente separadas umas das outras, o que permitiu interrogar a heterogeneidade inter e intratumoral por meio de ômicas extensas, incluindo sequenciamento de DNA e RNA em massa (RNA-seq), proteômica e fosfoproteômica em massa, RNA-seq de célula única e núcleo único (scRNA-seq e snRNA-seq, respectivamente), imagem celular e transcriptômica espacial. Identificamos e validamos populações de transição e suas assinaturas moleculares associadas ao longo do espectro do pâncreas normal ao PDAC que foram previamente propostas em modelos de camundongos. Caracterizamos o impacto diferencial da quimioterapia na abundância e programas de transcrição de populações de tumor e estroma usando abordagens multi-ômicas. Destacamos a necessidade de sequenciamento espacial para caracterização de tumores PDAC policlonais/heterogêneos.

Coletamos 73 amostras de PDAC de 21 pacientes submetidos ao tratamento padrão, incluindo quatro amostras normais de tecidos adjacentes. Os grupos de tratamento incluíram sete casos virgens de tratamento, oito casos de FOLFIRINOX neoadjuvante (um regime de tratamento composto por ácido fólico, 5-fluorouracil, irinotecano e oxaliplatina), quatro casos de gemcitabina + nab-paclitaxel neoadjuvante, um misto (FOLFIRINOX e gemcitabina + nab-paclitaxel) e um caso de quimiorradiação (Quimio-RT) (Tabela Complementar 1). Cada tumor foi amostrado espacialmente 2 a 4 vezes, com segmentos de amostra subsequentemente usados ​​para gerar dados histológicos, de imagem e ômicos; lâminas de hematoxilina e eosina (H&E); scRNA-seq; proteômica e fosfoproteômica baseada em espectrometria de massa; sequenciamento total do exoma (WES); e bulk RNA-seq (Fig. 1a, Tabela Suplementar 2 e Métodos). Geramos dados scRNA-seq para todas as 73 amostras, WES para 64 amostras e bulk RNA-seq para 65 amostras. Um subconjunto (n = 30) foi submetido à caracterização proteômica e fosfoproteômica tandem mass tag (TMT) 11 (Fig. 1b). Seguindo o controle de qualidade, agrupamos 232.764 células em todas as amostras com base em perfis de expressão e atribuímos tipos de células com base na expressão do gene marcador (Fig. 1c, Dados Estendidos Fig. 1a–c, Métodos e Nota Suplementar). Usando a fração de células tumorais como um substituto para a pureza do tumor, as estimativas variaram de 0,10% a 82,69% entre as amostras, com uma média de 16,28%. A revisão de patologia H&E revelou que as diferenças de conteúdo tumoral dentro do paciente entre as amostras foram em média de 24%, com uma faixa de 5% a 64% (Dados Estendidos Fig. 1d, Métodos e Nota Suplementar), consistente com as porcentagens de tumor de scRNA-seq (Pearson R = 0,40, P = 0,001). A análise de componentes principais (PCA) de dados proteômicos e fosfoproteômicos em massa confirma que, embora a maioria das regiões dentro do tumor se agrupem de perto, vários espécimes do mesmo tumor têm heterogeneidade intratumoral substancial (Dados Estendidos Fig. 1e,f).

1,700 cells) and, consistent with previous studies, we observe PDAC-initiating mutations in KRAS and CDKN2A (from HT168P1) within PanIN populations52. PanIN exhibits increased expression of extracellular matrix-related genes (DCN, SPARC, SPON1), a diversity of collagens57, genes involved in acinar-to-ductal reprogramming (KLF4, MMP7)58,59 and other markers of early-stage malignancy (CXCL12, TIMP3, ITGA1, MUC5AC)60,61,62,63./p>700 cells) (Supplementary Data 3). We found PDAC cells harboring several distinct alterations (Fig. 4a,b). Cells expressing acinar and ductal markers clustered separately from acinar cells and tended to be between acinar cells and normal ductal lineages on the Uniform Manifold Approximation and Projection (UMAP) (Duct-like1, Duct-like2), termed ADM_Normal, or between acinar and PanIN, denoted ADM_Tumor (Fig. 4b,c). While tumor and acinar cells express ductal and acinar markers in a mutually exclusive pattern, ADM cells express a combination, suggestive of an intermediate, reversible state (Fig. 4d). While both ADM_Tumor and ADM_Normal have decreased expression of acinar markers, they also have increased expression of PDAC markers and Duct-like1 markers, respectively. Following copy number analysis (CopyKAT, Methods), we found that a majority of predicted aneuploid cells are annotated as PanIN (n = 524), while only a handful (n = 30) in ADM_Tumor are labeled aneuploid (Fig. 4e,f). By mapping both KRAS and CDKN2A mutations, we identified several cells in the ADM_tumor population with either a KRAS mutation (n = 1) or CDKN2A mutation (n = 7), although this was not as widespread as the predicted PanIN populations (KRAS: 23 cells; CDKN2A: 163 cells) (Fig. 4g,h and Supplementary Data 3)./p> 8. All pathogenic or likely pathogenic variants had both their normal and tumor samples reviewed manually by us using the Integrative Genomics Viewer software./p>10,000) and too many unique molecular identifiers (>10,000); possible dead cell or a sign of cellular stress and apoptosis with too high proportion of mitochondrial gene expression over the total transcript counts (>10%). We constructed a Seurat object using the unfiltered feature-barcode matrix for each sample. Each sample was scaled and normalized using Seurat's ‘SCTransform’ function to correct for batch effects (with parameters: vars.to.regress = c(‘nCount_RNA’, ‘percent.mito’), variable.features n = 2,000). Any merged analysis or subsequent subsetting of cells/samples underwent the same scaling and normalization method. Cells were clustered using the original Louvain algorithm99 and top 30 PCA dimensions via ‘FindNeighbors’ and ‘FindClusters’ (with parameters: resolution = 0.5) functions. The resulting merged and normalized matrix was used for the subsequent analysis. Mouse data were aligned to refdata-gex-mm10-2020-A and GFP was added to the reference using the cellranger mkref function (https://support.10xgenomics.com/single-cell-gene-expression/software/pipelines/latest/using/tutorial_mr)./p> PN is actually observed, skipping cases of PT ≤ PN, to avoid over-correcting in the calculation of false discovery rate (FDR). Using this method, we determined that the rate of mutations mapping is significant in the following comparison: tumor cells versus nontumor cells (P ≈ 0), PanIN cells versus nontumor cells (P ≈ 0), tumor cells versus PanIN cells (P = 1.04 × 10−11)./p> CDKN2A > SMAD4 > TP53./p>50× coding region coverage in WES or >50 Mb mapped depth in RNA-seq data./p>

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